Peningkatan Dosis Epoetin, Kadar Hemoglobin dan Pengaruhnya Terhadap Hasil Akhir dan Mortalitas

Target kadar Hemoglobin (Hb) yang terlampau tinggi pada pasien Penyakit Ginjal Kronik (PGK) dapat menyebabkan penyakit kardiovaskuler. Guideline merekomendasikan target kadar Hb pada pasien PGK sebesar 11,0 g/dL dan sebaiknya tidak melebihi 13 g/dL dengan pemantauan kadar Hb minimal sekali sebulan.

Mekanisme pasti peningkatan penyakit kardiovaskuler akibat target Hb yang terlalu tinggi masih belum jelas. Suatu studi CHOIR (Correction of Hemoglobin and Outcomes in Renal Disease) yang melibatkan 1.421 partisipan menilai pengaruh peningkatan dosis epoetin dan hemoglobin terhadap perubahan tekanan darah dan penyakit kardiovaskuler.

Dari sebuah studi yang dilakukan oleh Dr. Inrig dan kolega menunjukkan bahwa: pada kelompok pasien dengan kadar Hb yang lebih tinggi, terpantau tekanan darah diastolik rerata yang lebih tinggi. Namun tidak terpantau hubungan dengan tekanan darah sistolik.  Peningkatan dosis epoetin juga secara bermakna berkaitan dengan peningkatan tekanan darah diastolik secara linear. Peningkatan kadar epoetin) dan peningkatan kadar Hb ( > 1,0 g/dL/bulan) berhubungan dengan  hasil akhir yang lebih buruk. Epoetin : event rate ratio per 1.000 IU dosis mingguan per bulan meningkat sebesar 1,05; p=0,002. Peningkatan kadar Hb : event rate ratio 1,70; p=0,05. Peningkatan tekanan darah diastolik tidak berhubungan dengan perburukan hasil akhir (p=0,7).

Studi yang dipublikasikan dalam  Nephrology Dialysis Transplantation memberikan kesimpulan bahwa target kadar Hb yang lebih tinggi, peningkatan dosis epoetin dan kadar Hb berhubungan dengan peningkatan tekanan darah diastolik dan hasil akhir yang lebih buruk. Namun peningkatan tekanan darah diastolik tidak berhubungan dengan perburukan hasil akhir.(HSD)





Image: Ilustrasi
Referensi:
1. Inrig JK, et al. Impact of higher hemoglobin targets on blood pressure and clinical outcomes: a secondary analysis of CHOIR.Nephrol Dial Transplant.2012; doi : 10.1093/ndt/gfs123
2. American Journal of Kidney Diseases.KDOQI clinical practice guidelines and clinical practice recommendations for anemia in chronic kidney disease.2006;47(5)

Sumber

Baca Selengkapnya → Peningkatan Dosis Epoetin, Kadar Hemoglobin dan Pengaruhnya Terhadap Hasil Akhir dan Mortalitas

Identifikasi Karbohidrat

Identifikasi Karbohidrat

Karbohidrat adalah polihidroksi aldehida atau keton dengan rumus empirik (CH2O)n, dapat diubah menjadi aldehida dan keton dengan cara hidrolisis, disusun oleh dua sampai delapan monosakarida yang dirujuk sebagai oligosakarida. Karbohidrat tersebar luas baik dalam jaringan hewan maupun jaringan tumbuh-tumbuhan. Dalam tumbuh-tumbuhan, karbohidrat dihasilkan oleh fotosintesis dan mencakup selulosa serta pati. Pada jaringan hewan, karbohidrat berbentuk glukosa dan glikogen. Fungsi karbohidrat yaitu, untuk sumber energi, pemanis pada makanan, penghemat protein, pengatur metabolisme lemak, penawar racun, baik untuk yang terkena konstipasi (sembelit), dan masih banyak lagi manfaat-manfaat yang lainnya.

Uji Anthrone

• Siapkan 12 buah tabung reaksi yang masih bersih dan telah di bilas dengan aquadest, serta di beri nomor 1 - 12, ke dalam masing - masing tabung reaksi di masukkan 2 ml pereaksi Anthrone
• Ke dalam tabung 1 di masukkan 0,2 ml aquadest (untuk blanko pereaksi) dan ke dalam tabung no 2 - 12 masing - masing di masukkan 0,2 ml larutan arabinosa 1%, fruktosa 1%, galaktosa 1%, glukosa 1%, laktosa 1%, maltosa 1%, sakarosa 1% amilum 1%, gom arab 1% (untuk kontrol positif) masing - masing larutan segera di campur dengan menggoyang - goyangkan tabung reaksi
• Perhatikan perubahan warna yang terjadi pada masing - masing tabung (hasil reaksi : terbentuk senyawa yang berwarna hijau atau biru kehijauaan)

Uji Seliwanoff

• Ke dalam 14 tabung reaksi yang bersih serta di beri nomor 1 - 14, ke dalam masing - masing tabung reaksi di masukkan 2,5 ml pereaksi Seliwanoff
• ke dalam tabung 1 di masukkan 5 tetes aquadest (untuk blanko pereaksi) dan ke dalam tabung no 2 - 3 masing - masing di masukkan 5 tetes fruktosa 1% dan sakarosa 1% (untuk kontrol positif)
• dan ke dalam tabung no 4 - 12 di masukkan 5 tetes larutan arabinosa 1%, galaktosa 1%, glukosa 1%, manosa 1%, laktosa 1% maltosa 1%,, maltosa 1%, maltosa 1%, dekstrin 1%,  gom arab 1%  (untuk kontrol negatif)
• masing - masing larutan di campur dengan cara menggoyang - gayangkan tabung reaksi
• dengan menggunakan penjepi tabung, masing - masing tabung di panaskan di atas pembakar bunsen secara hati - hati selama 20 detik atau dalam penangas air mendidih selama 1 menit
• di amati terbentuknya warna merah ceri pada masing - masing tabung

Uji Molisch

• Siapkan 12 buah tabung reaksi yang masih bersih dan telah di bilas dengan aquadest, serta di beri nomor 1 - 12, ke dalam masing - masing tabung reaksi 1 di masukkan 5 ml aquadest (untuk blanko pereaksi)
• Ke dalam tabung no 2 - 12 masing - masing di masukkan 5 ml larutan arabinosa 1%, fruktosa 1%, galaktosa 1%, glukosa 1%, laktosa 1%, maltosa 1%, sakarosa 1% amilum 1%, dekstrin 1%,  gom arab 1% (untuk kontrol positif) masing - masing larutan segera di campur dengan menggoyang - goyangkan tabung reaksi
• Ke dalam masing - masing tabung di masukkan 2 tetes larutan pereaksi Molisch segar, larutan di campur dengan cara mengoyang - goyangkan tabung reaksi
• Ke dalam masing - masing tabung 1 -12, di masukkan 2,5 ml H2SO4 pekat secara perlahan - lahan melalui dinding tabung (hindari tabung tergoyang) . segera (sampai 5 menit setelah penambahan H2SO4 pekat) di amati terbentuknya cincin coklat pada bidang batas dua larutan dari masing - masing tabung

Uji Iodin

• siapkan 1 buah plat tetes 12 lubang yang bersih dan telah di bilas dengan aquadest serta di beri nomor 1 - 12 pada setiap lubang
• ke dalam tabung 1 di masukkan 1 tetes aquadest (untuk blanko pereaksi) dan ke dalam tabung 2 - 10 masing - masing di masukkan 1 tetes larutan arabinosa 1%, fruktosa 1%, galaktosa 1%, glukosa 1%, laktosa 1%, maltosa 1%, sakarosa 1%, gom arab 1%  dan ke dalam tabung 11 - 12 masing - masing di masukkan satu tetes amilum 1%, dekstrin 1% (di gunakan sebagai kontrol positif) serta 1 tetes HCl 1N ke dalam masing - masing lubang
• ke 12 larutan di campur dengan menggunakan tusuk gigi (1 ujung tusuk gigi di pergunakan untuk satu lubang plat tetes) atau dengan cara mengoyang - goyangkan plat tetes
• ke dalam masing - masing larutan di atas di tambahkan 1 tetes larutan atau menggunakan tusuk gigi yang lain
• segera amati perubahan warna yang terjadi pada masing - masing lubang plat tetes (amilum berwarna merah coklat / merah anggur)

Uji Tollens

• ke dalam 12 buah  tabung reaksi yang bersih dan telah di beri no 1 -12 masing - masing di masukkan 3 ml larutan AgNO3  0,1 N dan beberapa tetes larutan NH4OH  4N sampai endapan melarut kembali
• ke dalam tabung no 1  masukkan 3 ml aquadest (untuk blanko pereaksi) ke dalam tabung no 2 - 8 masing - masing di masukkan 3 ml larutan arabinosa 1%, fruktosa 1%, galaktosa 1%, glukosa 1%, manosa 1%, laktosa 1%, maltosa 1% (juga di gunakan untuk kontrol positif) dan dalam tabung reaksi no 9 - 12 masing - masing di masukkan 3 ml larutan sakarosa 1%, amilum 1% gom arab 1% (juga di gunakan sebagai kontrol negatif)
• masing - masing larutan di campur dengan cara menggoyang - goyangkan tabung reaksi . dengan menggunakan penjepit tabung, masing - masing tabung reaksi di panaskan di atas pembakar bunsen secara hati -hati
• di amati terbentuknya lapisan cermin pada masing - masing dinding tabung

Uji Osazon

• ke dalam 12 buah  tabung reaksi yang bersih dan telah di beri no 1 -12 masing - masing di masukkan 2 ml larutan  pereaksi Osazon
• ke dalam tabung no 1  masukkan 2 ml aquadest (untuk blanko pereaksi) ke dalam tabung no 2 - 8 masing - masing di masukkan 2 ml larutan arabinosa 1%, fruktosa 1%, galaktosa 1%, glukosa 1%, manosa 1%, laktosa 1%, maltosa 1% (juga di gunakan untuk kontrol positif) dan dalam tabung reaksi no 9 - 12 masing - masing di masukkan 2 ml larutan sakarosa 1%, amilum 1%, dekstrin 1%, gom arab 1% (juga di gunakan sebagai kontrol negatif)
• masing - masing tabung di tutup dengan aluminium foil dan di beri selotip, kemudian larutan di campur dengan cara menggoyang - goyangkan tabung reaksi . seluruh tabung di panaskan dalam penangas air mendidih selama 30 menit
• dengan menggunakan pipet tetes bersih sedikit endapan / kristal di pindahkan ke kaca objek, lalu di amati dengan menggunakan mikroskop
• diamati perubahan warna yang terjadi pada masing - masing jenis monosakarida, setelah di amati secara mikroskopis 

Baca Selengkapnya → Identifikasi Karbohidrat

Ekstraksi

Ekstraksi

Tujuan : 

Untuk memisahkan  2 larutan atau lebih antara zat padat dan zat cair untuk di cari gula murninya

Bahan :

Aquadest 50 mL

Sirup 50 mL

Eter  50 mL

Alat  : 

Corong pisah , corong , beaker glass , batang pengaduk , gelas ukur, erlenmeyer

Prosedur :

- Pastikan alat - alat sudah di cuci bersih

- Buatlah larutan sirup menjadi 50 ml dengan menggunakan aquadest

- Masukkan 50 ml sirup tadi ke dalam corong pisah dan tambahkan Eter sebanyak 50 ml juga ke dalam corong pisah tersebut

- Kocok corong pisah tersebut secara perlahan - lahan samapai homogen

- Keluarkan larutan berwarna (kotoran) dengan cara membuka kran pada coromg pisah kemudian tampung di dalam erlenmeyer larutan berwarna tersebut, tutup keran

- Kemudian buka kran dan tampung larutan jernih pada corong pisah ke dalam gelas ukur

- Larutan jernih tersebut merupakan hasil ekstraksi tadi yaitu berupa gula murni dari sirup tersebut

Baca Selengkapnya → Ekstraksi

Destilasi

Destilasi

Tujuan : 

Untuk menentukan perbedaan titik didih antara dua larutan atau lebih (di sini kami menggunakan Aquadest dan Alkhol)

Bahan :

Aquadest 100 mL

Alkohol 100 mL

Alat  :  

labu destilasi , labu lisbhis , corong , beaker glass , gelas ukur, erlenmeyer, statif penjepit , selang , kaki 3 besi , asben , spiritus / bunsen

Prosedur :

- Pastikan semua alat di cuci bensih
- Pasang statif penjepit , kaki 3 besi , asbes , dan api bunsen
- Letakkan labu destilasi di atas kasa asbes yang sudah di jepit dengan statif penjepit , sambungkan dengan labu lisbhis
- Pasang selang pada kran air , sambungkan dengan labu lisbhis . air akan masuk melalui bawah dan air akan keluar melalui atas pada labu lisbhis
- Isi labu destilasi dengan 100 ml aquadest dan tambahkan juga 100 ml alkohol kemudian tutup labu destilasi dengan gelas arloji atau krop
- Letakkan di bawah labu lisbhis erlenmeyer yang sudah di beri corong , dengan posisi labu lisbhis adalah 60º
- Nyalakan kran air , lalu nyalakan api bunsen
- Destilasi akan berakhir jika pada leher labu lisbhis tidak terdapat gelembung air dan pada ujung labu lisbhis sudah tidak terdapat air yang menetes ke dalam erlenmeyer
- Alkohol akan mendidih pada suhu 76 ºC dan Aquadest akan mendidih pada suhu 100 ºC (Jadi yang akan menetes pertama dalam erlenmeyer adalah alkohol murni, karna alkohol lebih cepat mendidih daripada aquadest yaitu pada suhu 76 ºC
- Setelah tidak terdapat tetesan atau gelembung air pada ujung labu lisbhis maka matikan api terlebih dahulu barulah kran air

Baca Selengkapnya → Destilasi

Refluks

Refluks

Tujuan : 

Untuk menyempurnakan larutan yang belum sempurna atau menyempurnakan suatu reaksi yang belum sempurna

Bahan :

Aquadest 100 mL

Alat  :  

kondensor , beaker glass , gelas ukur, erlenmeyer, statif penjepit , selang , kaki 3 besi , asben , spiritus / bunsen

Prosedur :

·         Pastikan semua alat di cuci bensih

·         Pasang statif penjepit , kaki 3 besi , asbes , dan api bunsen

·         Letakkan erlenmeyer di atas kasa asbes , masukkan aquadest 100 ml kedalam erlenmeyer

·         Pasang konsensor pada erlenmeyer dan sambungkan pada pada penjepi statif

·         Pasang selang pada kran air , sambungkan dengan kondensor . air akan masuk melalui bawah dan air akan keluar melalui atas pada kondensor

·         Nyalakan kran  air dan kemudian nyalakan  api bunsen

·         Repluks akan berakhir jika sudah terjadi reaksi atau waktu yang telah di tentukan

·         Setelah terjadi reaksi maka matikan api terlebih dahulu barulah kran air

·         Catatan : air sebelum dan sesudah reaksi haruslah sama volumenya

Baca Selengkapnya → Refluks

Pengenalan Bentuk Normal Pada Bahan Pemeriksaan Tepung

Pengenalan Bentuk Normal Pada Bahan Pemeriksaan Tepung

Tujuan :

Untuk mengetahui struktur dan morfologi dari tepung

Alat :

-         Objek glass

-         Cover glass

-         Lidi

-         Tissue

-         Pipet pastuare

Bahan :

-         Tepung terigu

-         Tepung maisena

-         Tepung beras

-         Tepung kanji

-         Tepung hongwe

-         Kentang

Reagen :

-         NaCl 0,85%

-         Eosin 2%

-         Lugol 2%

Prosedur kerja :

-         Menyiapkan semua peralatan dan bahan yang diperlukan

-         Menyiapkan objek glass untuk masing - masing tepung

-         Membersihkan objek glassndengan alkohol atau dengan cara flamming agar lemaknya hilang

-         Mengambil 1 lidi dan mengambil 1 tetes tepung dan di letakkan pada obhek glass, masing - masing 1 tetes tepung dan 1 tetes reagen, kemuadian di aduk rata dan ditutup dengan cover glass (jangan sampai ada gelembung)

-         Memeriksa di bawah mikroskop dengan perbesaran 10x dan untuk memperjelas hunakan perbesaran 40x , kemudian amati berupa :

-  Bentuk  : kotak / bulat / lonjong

-  Tepi      : halus / bergerigi

-  Sifat      : menyerap warna / tidak

-  Struktur didalamnya : berserat / lonjong / berlapis - lapis

Baca Selengkapnya → Pengenalan Bentuk Normal Pada Bahan Pemeriksaan Tepung